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轴突-胶质细胞连接

轴突-胶质细胞连接(Axoglial Junctions)是位于髓鞘(Myelin Sheath)与轴突(Axon)之间的一种特化的细胞连接结构。它们主要存在于髓鞘节段两端的郎飞结旁区(Paranodal Region),对于维持神经冲动的跳跃式传导和髓鞘-轴突单元的长期完整性至关重要。

定位与结构

轴突-胶质细胞连接位于髓鞘的末端区域:

  1. 解剖位置:在每一段髓鞘的两个末端,髓鞘的紧密多层结构逐渐松开,形成富含胞质的旁结节襻(Paranodal Loops)。这些襻呈螺旋状紧紧贴附在轴膜(Axolemma)上,形成连接。因此,该区域也被称为旁结节轴突-胶质细胞连接(Paranodal Axoglial Junctions)。

  2. 超微结构:在电子显微镜下,可见旁结节襻的胞膜与轴膜之间形成规律的隔样结构(Septate-like Junctions),呈现规律的周期性电子密度,类似于无脊椎动物的隔膜连接。

分子组成

轴突-胶质细胞连接由轴膜上的蛋白质和胶质细胞膜上的蛋白质通过特异性跨膜相互作用构成。这一复合体主要由以下三类核心分子组成:

1. 轴突侧分子

  • Caspr(Contactin-associated Protein):一种跨膜糖蛋白,是轴突侧连接复合体的核心组织者。

  • Contactin:一种通过糖基磷脂酰肌醇锚定在膜上的细胞黏附分子,与Caspr形成顺式复合体。

2. 胶质细胞侧分子

  • Neurofascin 155(Nfasc155):一种L1家族细胞黏附分子,由髓鞘形成细胞(少突胶质细胞)特异性表达,定位于旁结节襻的膜上。

3. 连接机制

Caspr/Contactin复合体与胶质细胞侧的Neurofascin 155在细胞间隙发生反式结合,形成分子桥,将轴突膜与胶质细胞膜牢固地连接在一起。

生理功能

1. 离子通道屏障:分隔钠通道与钾通道

这是轴突-胶质细胞连接最经典的功能。郎飞结区域的轴膜上高密度聚集电压门控钠通道(Nav),负责动作电位的产生。而在结旁区,轴膜上则分布着电压门控钾通道(Kv1.1/Kv1.2)。

轴突-胶质细胞连接在结旁区形成一道物理和扩散屏障

  • 防止钠通道从结区侧向扩散至结旁区。

  • 将钾通道“关”在结旁区,防止它们干扰结区的钠通道功能。

  • 这种分隔确保了钠通道集中在最需要的位置,从而保证动作电位能够高效、可靠地跳跃式传导。

2. 稳定髓鞘-轴突单元

轴突-胶质细胞连接将髓鞘的末端(旁结节襻)牢牢锚定在轴突上,防止髓鞘在机械应力或长期生理活动中滑脱或移位。这种锚定作用对于维持髓鞘节段的空间稳定性至关重要。

3. 信号传导功能

近年研究发现,Caspr等分子不仅是结构蛋白,还可能参与双向信号传导。破坏这些连接会导致轴突细胞骨架的重排和运输障碍。

4. 维持结旁区细胞骨架

通过Caspr与轴突内的4.1B蛋白及细胞骨架蛋白相互作用,将细胞外连接状态传导至轴突内部,维持结旁区的结构完整性。

病理生理学意义

轴突-胶质细胞连接的破坏是多种脱髓鞘疾病和神经病变的早期事件或核心病理特征。

1. 多发性硬化症

在多发性硬化(MS)的病灶中,轴突-胶质细胞连接往往是首先被破坏的结构之一。Caspr和Neurofascin 155的分布变得紊乱,导致离子通道屏障丧失。这使得原本被隔离在结旁区的钾通道暴露,钾离子外流增加,进而导致动作电位传导失败或传导速度减慢。

2. 自身免疫性攻击

Neurofascin 155已成为多种自身免疫性疾病的靶点。部分慢性炎性脱髓鞘性多神经病(CIDP)患者体内存在抗Neurofascin 155抗体。这些抗体攻击结旁连接,导致典型的结旁病变,临床上表现为对常规治疗反应不佳的严重震颤和感觉性共济失调。

3. 周围神经病

在遗传性周围神经病(如CMT4B型)中,肌醇磷酸酶相关基因突变可导致施万细胞-轴突连接异常,进而影响结旁结构的形成和维持。

4. 创伤性脑损伤

机械性损伤可导致轴突-胶质细胞连接的撕裂,引发继发性轴突变性。

研究历史与展望

轴突-胶质细胞连接的分子构成在20世纪90年代末至21世纪初被逐步阐明,主要由Bharat Brophy、Elior Peles、James Salzer等实验室完成。目前,该领域的研究前沿正转向:

  • 连接信号在轴突存活中的作用:轴突-胶质细胞连接如何向轴突传递支持信号?

  • 连接的动态调控:在髓鞘可塑性过程中,这些连接是否可以解离和重新形成?

  • 作为药物靶点:修复或保护结旁连接是否能成为治疗脱髓鞘疾病的新策略?

参考文献

  1. Poliak, S., & Peles, E. (2003). The local differentiation of myelinated axons at nodes of Ranvier. Nature Reviews Neuroscience, 4(12), 968-980.

  2. Salzer, J. L. (2003). Polarized domains of myelinated axons. Neuron, 40(2), 297-318.

  3. Rasband, M. N., & Peles, E. (2021). Mechanisms of node of Ranvier assembly. Nature Reviews Neuroscience, 22(1), 7-20.

  4. Bhat, M. A., Rios, J. C., Lu, Y., Garcia-Fresco, G. P., Ching, W., St Martin, M., ... & Bellen, H. J. (2001). Axon-glia interactions and the domain organization of myelinated axons requires neurexin IV/Caspr/Paranodin. Neuron, 30(2), 369-383.

  5. Sherman, D. L., & Brophy, P. J. (2005). Mechanisms of axon ensheathment and myelin growth. Nature Reviews Neuroscience, 6(9), 683-690.

  6. Susuki, K., & Rasband, M. N. (2008). Molecular mechanisms of node of Ranvier formation. Current Opinion in Cell Biology, 20(6), 616-623.

  7. Querol, L., & Illa, I. (2015). Paranodal and nodal autoimmune neuropathies. Current Opinion in Neurology, 28(5), 486-493. (涉及抗Nfasc155抗体相关疾病)

  8. Pillai, A. M., Thaxton, C., Pribisko, A. L., Cheng, J. G., Dupree, J. L., & Bhat, M. A. (2009). Spatiotemporal ablation of myelinating glia-specific neurofascin (NfascNF155) in mice reveals gradual loss of paranodal axoglial junctions and concomitant disorganization of axonal domains. Journal of Neuroscience Research, 87(8), 1773-1793.

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